بررسی الگوی توزیع خاکدانه ای فسفر قابل استفاده و فعالیت فسفاتازهای اسیدی و قلیایی در موقعیت‌های مختلف شیب

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه بوعلی سینا همدان

2 دانشگاه صنعتی اصفهان

چکیده

سابقه و هدف: ارتباط تنگاتنگی بین فعالیت‌های میکروبی و محیط فیزیکی خاک وجود دارد. موقعیت هر آنزیم در خاک، به موقعیت سوبسترا، خصوصیات آنزیمی و یا جانداران تولید‌کننده آن‌ها نسبت داده شده است. توپوگرافی (موقعیت شیب) به عنوان یکی از عوامل مهم خاک‌سازی، نقش بسزایی در تحول، تکامل و تغییرپذیری خاک‌ها ایفا می‌کند. تغییرات مکانی فعالیت آنزیم‌ها در مقیاس زمین‌نما در حقیقت به وسیله فرآیندهای پدولوژیکی و هیدرولوژیکی کنترل می‌شوند. اثر توپوگرافی (موقعیت شیب) بر توزیع اندازه خاکدانه و فعالیت آنزیم‌ها در مطالعات پیشین مورد بررسی قرار گرفته است. موقعیت شیب ممکن است بر الگوی توزیع فسفومونواسترازهای اسیدی و قلیایی در خاکدانه‌ها اثر متفاوتی بگذارد. بنابراین هدف از پژوهش اخیر بررسی الگوی توزیع خاکدانه ای فعالیت فسفاتاز اسیدی و قلیایی در موقعیت‌های مختلف شیب می‌باشد.
مواد و روش‌ها: نمونه برداری از سه موقعیت قله شیب، شیب پشتی و انتهای شیب یک اکوسیستم مرتعی انجام گرفت. از عرض هر موقعیت شیب، سه نقطه به عنوان سه تکرار با فاصله 10 متر از یکدیگر در نظر گرفته شد. در هر موقعیت شیب، در یک دایره به شعاع 2 متری، 10 نمونه خاک از عمق 0-10 سانتی‌متری جمع‌آوری و با یکدیگر مخلوط شدند. پس از اندازه گیری ویژگی‌های عمومی خاک‌ها، خاکدانه ها به روش الک تر جدا شده و توزین گردیدند. کربن آلی، فسفر قابل استفاده، فسفاتاز اسیدی و فسفاتاز قلیایی درون شش گروه اندازه خاکدانه (4-2، 2-1، 1-5/0، 5/0-25/0 ، 25/0-05/0 و05/0> میلی متر) اندازه گیری شدند.
یافته‌ها: نتایج نشان داد که توزیع اندازه خاکدانه تحت تاثیر موقعیت شیب قرار گرفت. کمترین و بیشترین درصد جرمی ریزخاکدانه‌ها (05/0-25/0 میلی‌متر و کوچکتر از 05/0 میلی متر) به ترتیب در قله شیب و شیب پشتی مشاهده شد. تشکیل خاکدانه‌های درشت با مقدار کربن آلی خاک در طول شیب در ارتباط بود. خاکدانه‌های درشت 4-2 میلی متری در شیب پشتی به میزان 85 درصد نسبت به قله شیب کاهش یافتند. دیگر نتایج پژوهش نشان داد که کربن آلی و فسفر قابل استفاده در درشت خاکدانه‌ها به ترتیب به میزان 38 و12 درصد بیشتر از ریزخاکدانه ها می‌باشند. هر دو آنزیم فسفاتاز اسیدی و قلیایی در درشت خاکدانه ها بیشتر از ریزخاکدانه ها بودند و فعالیتشان با کاهش اندازه خاکدانه به میزان 42 درصد کاهش یافتند. اثر موقعیت شیب بر الگوی توزیع فسفومونواسترازها متفاوت بود. انتهای شیب و شیب پشتی به ترتیب دارای کمترین فعالیت فسفاتاز اسیدی و قلیایی بودند. اگرچه نسبت فعالیت فسفاتاز اسیدی به کربن آلی و فسفر قابل استفاده در تمام خاکدانه‌های موقعیت شیب پشتی دارای بیشترین مقدار بود، الگوی توزیع فعالیت نسبت فسفاتاز قلیایی به کربن آلی و فسفر قابل استفاده در موقعیت های مختلف شیب به اندازه خاکدانه‌ها بستگی داشت. تنها فسفاتاز قلیایی با فسفر قابل استفاده در طول شیب تپه مورد مطالعه همبستگی معنی داری (001/0 P = 72/0=r) نشان داد.
نتیجه گیری: به طور کلی نتایج حاکی از آن است که هر دو آنزیم فسفاتاز اسیدی و قلیایی الگوی توزیع مشابهی را در خاکدانه‌ها داشتند ولی تحت تاثیر موقعیت شیب دارای الگوی توزیع متفاوتی بودند که ممکن است ناشی از منشا متفاوت آن ها باشد. همچنین از آن جایی که درشت خاکدانه ها دارای فعالیت آنزیمی، کربن آلی و فسفر بیشتری بودند، حفاظت از ساختمان خاک و درشت خاکدانه به ویژه در موقعیت های شیب حساس به فرسایش می تواند با حفظ ذخایر فسفومونواسترازی بر چرخه بیوشیمیایی فسفر تاثیر بگذارد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Aggregate distribution pattern of available phosphorus, acid and alkaline phosphatase activity in different slope positions

نویسندگان [English]

  • Safoora nahidan 1
  • Farshid Nourbakhsh 2
2 Isfahan university of Technology
چکیده [English]

Background and Objectives: There is a close relationship between microbial activities and soil physical environment. The specific location of each enzyme within the soil matrix has been attributed to the location of their substrates, enzyme characteristics or the organisms responsible for their production. Topography (slope position), one of the important soil forming factors, plays a significant role in development, evolution and variability of soils. Landscape-scale variations in soil enzyme activities are controlled by pedological and hydrological processes. The effect of topography (slope position) on aggregate size distribution and the enzyme activities has been evaluated in previous studies. Slope position may influence the aggregate distribution of acid and alkaline phosphomonoesterase differently. Therefore, the objective of this research is to evaluate the aggregate distribution of acid phosphatase and alkaline phosphatase activities in different slope positions.
Materials and methods: Soil samples were collected from three slope positions of a grassland ecosystem. At each landscape position, three equally spaced points were selected, at a distance of 10 m. In each point, ten soil cores of 0–10 cm depth were taken within a 2 m radius and then composited. After measuring general properties in soil, aggregates were separated by wet sieving method. The aggregates remained on each sieve were collected and weighted. Organic C, available phosphorous, acid phosphatase and alkaline phosphatase were measured in the six size ranges (4–2, 2–1, 1–0.5, 0.5–0.25 and 0.25–0.05, Results: Results showed that aggregate size distribution was influenced by slope position. Microaggregates were lowest and greatest in summit and backslope positions, respectively. Macroaggregate contents were related by organic C along slope position. Macroaggreagtes decreased in backslope positon by 85%. The results also showed that organic C and available P were greater in macroaggregates than microaggregates by 38 and 12% respectively. Both acid phosphatase and alkaline phosphatase activities were greater in macroaggregates than microaggaregates and their activities decreased with decreasing aggregate size by 42%. The effect of slope positon on the distribution pattern of phosphomonoesterase was different. Acid phosphatase and alkaline phosphatase activities were lowest in toeslope and backslope, respectively. Although, acid phosphatase to organic C and available P was higher in all aggregates of backslope position, the distribution pattern of alkaline phosphatase to organic C and available P in different slope positions was dependent to aggregate size. Alkaline phosphatase was only related to available P (r=0.72 P=0.001).
Conclusion: In overall, acid and alkaline phosphatase activities had similar distribution in soil aggregates but both enzymes were distributed differently in different slope positions. Since macroaggregates contain higher organic C, available P and phosphomonoesterase activities, soil structure protection of sensitive slope positions to erosion can influence on P cycling in soil.

کلیدواژه‌ها [English]

  • slope position
  • aggregate
  • acid phosphatase
  • alkaline phosphatase
1..Bergstrom, D., Monreal, C., and King, D. 1998. Sensitivity of soil enzyme activities to
conservation practices. Soil Sci. Soc. Am. J. 62: 1286-1295.
2.Bronick, C.J., and Lal, R. 2005. Soil structure and management: a review. Geoderma.
124: 3-22.
3.Burns, R. 1982. Enzyme activity in soil: location and a possible role in microbial ecology.
Soil Biol. Biochem. 14: 423-427.
4.Burt, R. 2004. Soil Survey Laboratory Methods Manual: Soil Survey Investigations. Version
4.0. Department of Agriculture. Natural Resources Conservation Service, 6.Nebraska:
United States.
5.Doran, J.W. 1980. Soil microbial and biochemical change associated with reduced tillage.
Soil Sci. Soc. Am. J. 44: 765-771.
6.Elliott, E. 1986. Aggregate structure and carbon, nitrogen and phosphorus in native and
cultivated soils. Soil Sci. Soc. Am. J. 50: 627-633.
7.Fansler, S.J., Smith, J.L., Bolton, H., and Bailey, V.L. 2005. Distribution of two C cycle
enzymes in soil aggregates of a prairie chronosequence. Biol. Fert. Soils. 42: 17-23.
8.Florinsky, I.V., McMahon, S., and Burton, D.L. 2004. Topographic control of soil microbial
activity: a case study of denitrifiers. Geoderma. 119: 33-53.
9.Garg, S.H., and Bahl, G.S. 2008. Phosphorus availability to maize as influenced by
organic manures and fertilizer P associated phosphatase activity in soils. Biores. Technol.
99: 573-577.
10.Gianfreda, L., and Bollag, J.M. 1996. Influence of natural and anthropogenic factors on
enzyme activity in soil. Soil Biol. Biochem. 9: 123-193.
11.Hassink, J., Bouwman, L., Zwart, K., and Brussaard, L. 1993. Relationships between
habitable pore space, soil biota and mineralization rates in grassland soils. Soil Biol.
Biochem. 25: 47-55.
12.Hojati, S., and Nourbakhsh, F. 2009. Distribution of β-glucosidase activity within aggregates
of a soil amended with organic fertilizers. Am. J. Agr. Biol. Sci. 4: 179-186.
13.Johnson, C.E., Ruiz-Méndez, J.J., and Lawrence, G.B. 2000. Forest soil chemistry and
terrain attributes in a Catskills watershed. Soil Sci. Soc. Am. J. 64: 1804-1814.
14.Kawaguchi, S., Peyara, S., and Yamada, Y. 1995. Soil properties and enzyme activity along
narrow topographic environments of salna series soil in Bangladesh. Bull. Inst. Trop. Agr.
Kyushu Univ. 18: 71-79.
15.Khalili-Rad, M., Nourbakhsh, F., Jalalian, A., and Eghbal, M.K. 2011. The effects of slope
position on soil biological properties in an eroded toposequence. Arid Land Res. Manag.
25: 308-312.
16.Kizilkaya, R., Bayrakli, F., and Surucu, A. 2007. Relationship between phosphatase activity
and phosphorus fractions in agricultural soils. Int. J. Soil Sci. 2: 107-118.
17.Kourtev, P.S., Ehrenfeld, J.G., and Haggblom, M. 2002. Exotic plant species alter the
microbial community structure and function in the soil. Ecology. 83: 3152-3166.
18.Marx, M.C., Kandeler, E., Wood, M., Wermbter, N., and Jarvis, S. 2005. Exploring the
enzymatic landscape: distribution and kinetics of hydrolytic enzymes in soil particle-size
fractions. Soil Biol. Biochem. 37: 35-48.
19.Margalef, O., Sardans, J., Fernández-Martínez, M., Molowny-Horas, R., Janssens, I.A.,
Ciais, P., Goll, D., Richter, A., Obersteiner, M., Asensio, D., and Peñuelas, J. 2017. Global
patterns of phosphatase activity in natural soils. Scientific Reports, 7p.
20.Muruganandam, S., Israel, D.W., and Robarge, W.P. 2009. Activities of nitrogenmineralization
enzymes associated with soil aggregate size fractions of three tillage systems.
Soil Sci. Soc. Am. J. 73: 751-759.
21.Nannipieri, P., Kandeler, E., and Ruggiero, P. 2002. Enzyme activities and microbiological
and biochemical processes in soil. Marcel Dekker, New York, Pp: 1-33.
22.Piotrowska-Długosz, A., and Wilczewski, E. 2014. Soil Phosphatase Activity and
Phosphorus Content as Influenced by Catch Crops Cultivated as Green Manure. Pol. J.
Environ. Stud. 23: 157-165.
23.Raiesi, F., and Beheshti, A. 2015. Microbiological indicators of soil quality and degradation
following conversion of native forests to continuous croplands. Ecol. Indic. 50: 173-185.
24.Tabatabai, M. 1994. Soil enzymes. SSSA; Madison,WI. Pp: 775-833.
25.Tajik, S., Ayoubi, S., and Nourbakhsh, F. 2012. Prediction of soil enzymes activity by digital
terrain analysis: comparing artificial neural network and multiple linear regression models.
Environ. Eng. Sci. 29: 798-806.
26.Ternan, J., Elmes, A., Williams, A., and Hartley, R. 1996. Aggregate stability of soils in
central Spain and the role of land management. Earth Surf. Proc. Land. 21: 181-193.
27.Tisdall, J., and Oades, J.M. 1982. Organic matter and water stable aggregates in soils.
J. Soil Sci. 33: 141-163.
28.Wang, B., Xue, S., Liu, G.B., Zhang, G.H., Li, G., and Ren, Z.P. 2012. Changes in soil
nutrient and enzyme activities under different vegetations in the Loess Plateau area,
Northwest China. Catena. 92: 186-195.
29.Wellington, E.M.H., Berry, A., and Krsek, M. 2003. Resolving functional diversity in
relation to microbial community structure in soil: exploiting genomics and stable isotope
probing. Curr. Opin. Microbiol. 6: 295-301.